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Pantoffeltierchen

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Titelseite, Vorwort, Inhaltsverzeichnis

Verfasst von Benedikt Schöbi, 
betreut von Dieter Burkhard,
angefertigt an der Kantonsschule Heerbrugg 
mit multimedialem Tuning von Dr. Martin Novotny

Hier das Original: KONKURRENZ FÜR KONGOROT – gefahrloser Direktfarbstoff zur Fütterung von Pantoffeltierchen

Eine mehrfach prämierte Arbeit!
  • 2. Preis NWG-Preis für herausragende Maturaarbeiten in den naturwissenschaftlichen Fächern 2022
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In meiner Maturaarbeit geht es um ganz besondere Lebewesen: Um Pantoffeltierchen! Der Name ist trügerisch. Es sind nämlich keine Tiere, sondern tierische Einzeller. Du findest sie in Tümpeln, Teichen, Seen, Flüssen oder Wasserpfützen. Es sind rundum bewimperte, mikroskopisch kleine (50–300 μm) Lebewesen, deren Gestalt einer Pantoffel ähnelt. 

An diesen Einzellern kannst du hervorragend die Nahrungsaufnahme, Verdauung und Ausscheidung primitiver Lebensformen unter dem Mikroskop erforschen. Am besten gelingt das, wenn wir die Nahrung, z. B. Hefe, mit einem pH-Indikator einfärben. Der Farbumschlag bei verändertem pH-Wert gibt uns einen tieferen Einblick in den Verdauungsprozess. 

Leider ist der dafür gebräuchliche pH-Indikator Kongorot krebserregend und damit nicht für Schulen geeignet. Die vorliegende Maturaarbeit hat zum Ziel, ungiftige Ersatzstoffe zu finden, die im Unterricht gleichwertige Ergebnisse liefern wie Kongorot. 

Die Untersuchungen führte ich mit zwei Durchlichtmikroskopen durch: mit einem Leica DM E der Kantonsschule Heerbrugg (mit Adapter für Spiegelreflexkamera und Smartphone) und einem Zeiss-Axiolab-5 -Mikroskop aus dem Gerätepark des Berzelius-Projekts  der Pädagogischen Hochschule St. Gallen (PHSG). Das Axiolab 5 erlaubte es mir, auch bei starken Vergrösserungen Bilder mit kurzen Belichtungszeiten zu schiessen. Dies ist notwendig, um die sehr feinen und sich schnell bewegenden Cilien («Wimpern») scharf abzulichten. Neugierig geworden? Dann komm doch mit auf meine Forscherreise durch den Mikrokosmos dieser faszinierenden Kleinstlebewesen.
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Fressvorgang & Cilienbewegung der Pantoffeltierchen

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Faszinierend, was sich im Inneren von Zellen abspielt. Manche Protisten – das sind Einzeller mit Zellkern – sind gross genug, um sie im Durchlichtmikroskop studieren zu können. Zu diesen Protisten gehört das Geschwänzte Pantoffeltierchen, Paramecium caudatum. Diese bei uns heimischen Protisten kannst du in einem Erlenmeyerkolben kultivieren und damit unzählige Versuche machen. Das Video nimmt dich mit auf eine Reise in die mikroskopische Welt der Pantoffeltierchen.

Welche Ausrüstung ich benutzt und wie ich die mikroskopischen Aufnahmen meiner Maturaarbeit gemacht habe, erfährst du hier.

Dann noch etwas. Die Pantoffeltierchen sind für unsere Wahrnehmung enorm schnell unterwegs. Ich habe ein paar Tricks benutzt, um sie ruhig zu stellen. Wie das gelungen ist erfährst du hier.

Um das Video abzuspielen, muss der Play-Knopf unten links gedrückt werden.

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Hier die erste Aufnahme mit dem Leica DM E. Erfahrene Biologen können darauf ohne weiteres die Nahrungsaufnahme und Verdauung des Einzellers erkennen. 

Pantoffeltierchen, auch Parmecium genannt, erzeugen mit ihren Wimpern, den Cilien, eine ständige Wasserströmung. Damit transportieren sie die Nahrung – sie strudeln sie gewissermassen über Mundfeld und Zellschlund in sich hinein. In diesem Video fällt zuerst einmal auf, wie die kleinen runden Hefezellen durch die Cilienbewegung des Pantoffeltierchens herum schwirren. Damit du es besser siehst, habe ich die Geschwindigkeit des Videos etwas heruntergesetzt.

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Besser sind die ständig schlagenden feinen Wimperhärchen (Cilien) auf der Zelloberfläche des Pantoffeltierchens mit dem Zeiss Axiolab 5 aus dem Berzelius-Projekt der PHSG beobachtbar. Die Cilien verursachen eine kontinuierliche Wasserströmung. Infolge der verwendeten Gelatinelösung ist diese in der Aufnahme stark verlangsamt.
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Hintereinander stehende Cilien schlagen zeitlich verschoben. Auf diesem Bild  sind einige gerade beim «Kraftschlag», andere beim anschliessenden «Erholungschlag» zu erkennen. Auch das konnte ich nur mit dem Zeiss Axiolab 5 erkennbar aufnehmen.
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Hast du jemals einem tierischen Einzeller beim Fressen zugeschaut? Was sich dabei abspielt, zeigt sich schon unter einem simplen Mikroskop, das vermutlich in den meisten Schulen zu finden ist. Sieh selbst!

Das geht für uns Laien in einem normalen Video zu schnell. Nachfolgend illustriere ich den Fressvorgang mit Hilfe von Skizzen und Mikroskopaufnahmen.

Wenn dich dieser Text vor dem Video stört, dann gehe rechts oben aufs Menü und blende ihn aus.
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Wie du gesehen hast, sind die Vorgänge der Verdauung unter dem Mikroskop schwierig zu erkennen. Darum erkläre ich diesen Prozess nochmals anhand einiger Skizzen.

Mithilfe der Wimpernbewegung lässt das Pantoffeltierchen Nahrungspartikel in sein trichterförmigens Mundfeld strömen (1). Am Ende dieser breiten Vertiefung, dem Zellmund, sammeln sich die Hefezellen.








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Im Zellmund wird die Nahrung gesammelt und in einem Nahrungsvesikel abgeschnürt (2), das sich anschliessend durch die Zelle bewegt. In der Anordnung dieser Skizze erfolgte das gegen den Uhrzeigersinn.

Diese Aufnahme von Substanzen aus dem Extrazellularraum in die Zelle wird als  Endozytose bezeichnet.







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Wir sehen uns den Vorgang des Einstrudelns nun unter dem Mikroskop an. Der rote Pfeil markiert eine Hefezelle, die gerade eingestrudelt wurde und sich schon im Zellmund befindet.
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Diese Hefezelle ist in dieser Abbildung am Ende des Zellschlunds (siehe Pfeil) angelangt.
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Hier sind bereits drei Hefezellen (siehe Pfeil) im Zellschlund. Sie werden in ein Membranbläschen geschoben. Die Membranbläschen heissen «Vesikel» und wenn sie Nahrung enthalten «Nahrungsvesikel».
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Das Nahrungsvesikel ist fast vollständig gefüllt und wird demnächst abgeschnürt. Abschnüren bedeutet, dass sich die Zellmembran um die Hefezellen windet und sie einschliesst. Bereits jetzt lässt sich dessen beerenförmige Struktur erkennen, die durch die enthaltenen Hefezellen gebildet wird (siehe Pfeil).
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Das Nahrungsvesikel ist abgeschnürt, es hat sich vom Zellmund gelöst und diffundiert weg. In dieser Aufnahme wird es anschliessend durch das Zellskelett (dem Transport- und Stützsystem der Zelle) gegen den Uhrzeigersinn durch die Zelle bewegt.


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Fütterungsversuch mit Kongorot

Mit einem Trick lässt sich bei Paramecien sogar die Verdauung beobachten. Dazu wird die Nahrung mit einem pH-Indikator angefärbt. Das ist ein Farbstoff, der bei einem bestimmten pH-Wert seine Farbe ändert. In Schulen wird traditionell Kongorot eingesetzt. Kongorot ist bei einem neutralem pH-Wert von  7.0 rot und wechselt die Farbe bei einem pH-Wert von 3.0 zu blau.
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Im Video sieht das dann so aus: Die rot eingefärbten und im Nahrungsvesikel im Inneren des Pantoffeltierchens abgeschnürten Hefekügelchen (A) gleichen reifen Himbeeren. Einige davon sind blau geworden (B) und sehen eher wie Brombeeren aus. Was ist passiert?

Der pH-Wert muss im Verlauf der Cyclose, also dem festgelegtem Weg einer Nahrungsvakuole vom Zellmund durch das Plasma eines Wimpertierchens zum Zellafter, gefallen sein, da sich das Kongorot in den Hefezellen in den Nahrungsvakuolen blau verfärbt. Diese Ansäuerung dient vermutlich dazu, phagozytierte Lebewesen wie Bakterien zu töten.
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Den komplexen Prozess der Verdauung bis zur Ausscheidung des Unverdaulichen erkläre ich dir in einem animierten Video.






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Ergebnisse der Maturaarbeit

Faszinierend dieses Sichtbarmachen der Verdauung, nicht wahr? Diese Einfärbung hat aber einen grossen Haken: Der eingesetzte pH-Indikator Kongorot ist leider krebserregend und mutmasslich fruchtschädigend. In Deutschland ist sein Einsatz in allgemeinbildenden Schulen deswegen bereits verboten, ohne dass dafür aber ein Ersatz empfohlen wird.

In der hier vorgestellten Maturaarbeit wurde deswegen nach einem ungefährlichen Ersatz für Kongorot gesucht, also nach ungefährlichen pH-Indikatoren, die im selben pH-Bereich gut sichtbar farblich umschlagen. Das ist mir gelungen! Kongorot kann durch Bromphenolblau ersetzt werden und vermutlich eignet sich auch Bromkresolgrün. Siehe selbst auf den folgenden Seiten.
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Bromphenolblau (3,3′,5,5′-Tetrabrom-phenolsulfonphthalein) ist ein Triphenylmethanfarbstoff, der im Vergleich zu Kongorot (pH-Wert = 3) im etwas weniger sauren Bereich, also bereits bei einem pH-Wert von 3.8, seine Farbe wechselt, allerdings von blau (basisch bis leicht-sauer) nach gelb (sehr sauer). Zur Färbung der Hefe habe ich das Natriumsalz von Bromphenolblau verwendet, da dieses im Gegensatz zum Reinstoff wasserlöslich ist.

Im Hintergrund siehst du Hefezellen, die ich mit Bromphenolblau färbte. Das Foto habe ich mit dem Mikroskop Zeiss Axiolab 5 und der Kamera Zeiss Axiocam 208 des Berzelius-Projekts bei 400-facher Vergrösserung geschossen.
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Bromkresolgrün (3,3′,5,5′-Tetrabrom-m-kresolsulfon-phthalein) ist wie Bromphenolblau ein Triphenylmethan-farbstoff, der sich durch eine Methylgruppe am Ring unterscheidet. Bromkresolgrün wechselt bei einem pH-Wert von 4.6 seine Farbe, ebenfalls von blau (basisch bis leicht sauer) über grün zu gelb (sehr sauer). Wie bei Bromphenolblau verwendete ich zur Herstellung der Bromkresolgrünhefe das wasserlösliche Natriumsalz.

Im Hintergrund siehst du Hefezellen, die ich mit Bromkresolgrün gefärbt habe. Das Foto habe ich mit dem Equipment des Berzelius-Projekts (Zeiss Axiolab 5 und Zeiss Axiocam 208 ) bei 400-facher Vergrösserung geschossen.
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Das Hintergrundbild zeigt Hefen, die ich mit den drei pH-Indikatoren Kongorot (links), Bromphenolblau (Mitte) und Bromkresolgrün (rechts) gefärbt habe. Oben in neutraler Umgebung bei einem pH-Wert von 7 und unten in saurer Umgebung bei einem pH-Wert von 2.

Ich habe die gefärbten Hefen in Phosphatpufferlösungen nach Sørensen gegeben, die auf pH-Werte von 7 bzw. 2 eingestellt waren. Diese Aufnahmen dienten mir als Farbreferenzen, um farblich umgeschlagene Hefen in Nahrungsvakuolen zweifelsfrei als solche zu identifizieren.

Alle Fotos habe ich mit dem Equipment des Berzelius-Projekts (Zeiss Axiolab 5 und Zeiss Axiocam 208 ) bei 400- oder 630-facher Vergrösserung geschossen.

Wenn ihr das Hintergrundbild ohne den darüber liegenden Text betrachten wollt, müsst ihr das Menü rechts oben öffnen und «Text ausblenden» wählen.
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Meine erste Wahl fiel auf Bromphenolblau. Der Farbumschlag ist etwas schärfer als bei Bromkresolgrün. Ausserdem ist der Umschlagbereich näher bei demjenigen von Kongorot. Nicht zuletzt kann bei Bromphenolblau auch eine Wassergefährdung ausgeschlossen werden, es ist für Organismen völlig ungefährlich.

Das Hintergrundbild zeigt ein in 3%iger Gelatinelösung ruhiggestelltes Pantoffeltierchen, das mit Bromphenolblauhefe gefüttert wurde. Nach rund 30 Minuten enstehen Nahrungsvakuolen mit farblich umgeschlagener gelber Hefe.

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Und so sieht das Pantoffeltierchen aus, wenn es mit Bromkresolgrün gefüttert wurde.
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Schüleraufnahmen

Die Aufgabenstellung meiner Maturaarbeit war es, einen Ersatzstoff für das krebserregende Kongorot zu finden, einen Indikator mit ähnlich scharfen Umschlagpunkten mit dem gefahrlos in Schulen experimentiert werden kann.

Im Hintergrund die Aufnahme einer Schülerin mit Kongorot. Die Ruhigstellung erfolgte mit Watte und das Foto wurden mit dem eigenen Smartphone (iPhone 8) und dem Leica DM E mit 400-facher Vergrösserung gemacht. Der Umschlag des pH-Indikators ist gut zu erkennen.
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BESTANDEN! Hier das Ergebnis mit Bromphenolblau. Der Schüler verwendete ein Samsung Galaxy 10e mit dem Leica-DM-E-Mikroskop mit 400-facher Vergrösserung. Der Farbwechsel von blau zu gelb der Nahrungsvakuolen im Pantoffeltierchen ist auch hier genügend gut erkennbar.
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Fazit

Es geht um das Sichtbarmachen der Nahrungsaufnahme und Verdauung in Pantoffeltierchen. Bromphenolblau als pH-Indikator kann für diese Anwendung gut Kongorot ersetzen.

Damit diese mikroskopischen Beobachtungen funktionieren, müssen die Pantoffeltierchen zuerst ohne Ruhigstellung 15 bis 30 Minuten lang die mit Kongorot eingefärbte Hefe fressen. Bei Bromphenolblau ist die notwendige Fresszeit aus noch ungeklärten Gründen tendenziell länger. Erste gelbe Vesikel entstehen erst nach mehr als 30 Minuten.

Ausserdem fand ich einen weiteren potentiell geeigneten pH-Indikator, nämlich Bromkresolgrün. Diesen habe ich aus Zeitgründen noch nicht umfassend geprüft. Erste vielversprechende Tests zeigten eine vergleichsweise kürzere Fresszeit bis zum ersten beobachtbaren Farbumschlag im Pantoffeltierchen. In wissenschaftlichen Studien wurde diese Alternativen bereits eingesetzt (vgl. The Correlation of Digestive Vacuole pH and Size with the Digestive Cycle in Paramecium caudatum von Agnes Fok et al. 1982).
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Neben den Nahrungsvakuolen haben Pantoffeltierchen noch viele weitere Zellstrukturen, z. B. dunkelgraue längliche Kristalle. Diese können leicht, wie im linken Bild zu sehen, mit dunklen Nahrungsvakuolen verwechselt werden. Das Dunkelblau der umgeschlagenen «Kongorothefe» ist im Durchlichtmikroskop kaum vom dunklen grau dieser Kristalle zu unterscheiden.

Die Unterscheidung gelingt gut mit einem Differentialinterferenzkontrastmikroskop (DIC-Mikroskop). Wie im rechten Bild zu sehen, erscheinen darunter die Kristalle gelb-leuchtend. Diese Apparatur ist allerdings teuer und steht Mittelschulen gewöhnlich nicht zur Verfügung. Das rechte Bild durfte ich in der limnologischen Station der Universität Zürich machen.

Bei der Verwendung von «Bromphenolblauhefe» kommt es zu keiner Verwechslung mit anderen Zellstrukturen. Die Farben der Nahrungsvakuolen erscheinen unter dem Durchlichtmikroskop immer deutlich hellblau oder gelb.

Warum sich diese Farben einstellen, kann sogar auf molekularer Ebene berechnet werden und eignet sich ideal für einen weiterführenden Unterricht. Mehr dazu hier.
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Quellen & Impressum

Autoren dieser multimedialen Präsentation: Benedikt Schöbi und Martin Novotny

Originalarbeit: KONKURRENZ FÜR KONGOROT – gefahrloser Direktfarbstoff zur Fütterung von Pantoffeltierchen, Benedikt Schöbi unter der Betreuung von Dieter Burkhard, Kantonsschule Heerbrugg, SJ 2021–2022

Editor-in-Chief und Projektleiter: Dr. Alfred Steinbach

Berzelius-Editorial-Team in alphabetischer Reihenfolge:
Dr. Adrian Brugger, Dr. Claudia Buser Moser, Marianne Leuenberger, Dr. Martin Novotny, Dr. Alfred Steinbach, Dominik Tschirky, Patrick Massen (Medienwerkstatt.PHSG). 
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Mikroskop-Technik

Das Berzelius-Projekt der PHSG stellt für Maturandinnen und Maturanden mehrere Lichtmikroskope zu Verfügung. Auch gibt es dazu bereits ein Berzelius-Laborjournal (BLJ):
MIKROSKOPIE – oder der bewaffnete Blick.
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Für die Videoaufnahmen der Pantoffeltierchen habe ich meist das Durchlichtmikroskop Leica DM E der Kantonsschule Heerbrugg verwendet. Der Revolver des Mikroskops ist mit Objektiven für eine 40-, 100-, 400- und 1000-fache Vergrösserung bestückt.
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Eine Canon EOS 800D Spiegelreflexkamera war über einen T2-Adapter an einem MTD-DSLR Spiegelreflex-Adapter befestigt, der anstelle eines Okulars am Mikroskoptubus befestigt werden kann (Hersteller: Mikroskop Technik Diethelm).

Die gesamte Einheit zeichnet sich durch ihre rasche Nachführung und die Farbtreue der Aufnahmen aus, was sehr wichtig ist für das Fotografieren der sich schnell bewegenden Pantoffeltierchen.
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Auf dem Durchlichtmikroskop Leica DM E verwendete ich ein Adapter für Spektive (SA-1 der Firma Dörr), um z. B. mein Smartphone am Okular befestigen zu können. Das Fotografieren mit dieser Kombination ist viel einfacher als das mit der Spiegelreflexkamera und ist daher eine gute Wahl für den Einsatz im Unterricht. 
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Für Detailaufnahmen der Pantoffeltierchen kam die Leica DM E an ihre Grenzen. Die Bewegungen der Cilien oder der zu verdauenden Hefe waren zu schnell, um scharfe Aufnahmen zu machen. Mit dem Zeiss Axiolab 5 inklusive aufgesetzter Fotoeinheit Axiocam 208, welches mir dankenswerterweise aus dem Berzelius-Projekt der PHSG zur Verfügung gestellt wurde, gelang das besser.

Der Revolver dieses Mikroskopes ist mit Objektiven für eine 40-, 100-, 400-, 630- und 1000-fache Gesamtvergrösserungen bestückt.  Ohne Immersionsöl gelangen mir scharfe Aufnahmen bis zu einer 630-fachen Vergrösserung (siehe nächsten Nebenerzählstrang zur Ruhigstellung der Pantoffeltierchen)

Ein weiterer Vorteil dieses Mikroskopes ist die zugehörige Software. Mit der App Zeiss ZEN Core konnte ich die Fotos direkt bearbeiten (Weissabgleich etc.) und den Massstabsbalken automatisch einblenden.
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Die mikroskopischen Fotos speicherte ich entweder im CR2-Format (Canon EOS 800D) oder im TIF-Format (Axiocam 208). Nachbearbeitet habe ich sie mit dem Programm Affinity Photo von Serif.

Ich verbesserte ausschliesslich Belichtung, Kontrast und Weissabgleich. Mit Affiunity Photo konnte ich Bilder in allen gängigen Formaten lesen und und ausgeben.

Die Videoaufnahmen speicherte ich ohne weitere Bearbeitung als MP4-Format.
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Ruhigstellungen der Paramecien

Weil sich die Pantoffeltierchen zu schnell bewegen, musste ich sie zum Beobachten ruhigstellen. Ich testete drei Methoden:
  • Watte
  • Methylcelluloselösung
  • Gelatinelösung


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Dünn ausgezogene Verbandswatte bildet im Präparat ein Netz, das die Bewegungsfreiheit der Pantoffeltierchen einschränkt. Die Anwendung ist einfach und deshalb beliebt bei Experimenten im Unterricht. Nachteilig ist, dass die Watte das Präparat verdunkelt und teilweise verdeckt.
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Anfangs verwendete ich 2%ige Methylcelluloselösung zur Ruhigstellung. Sie wirkt wie ein Kleister und schränkt die Bewegung der Paramecien sehr gut ein. Leider verursachte die Methylcellulose Schlieren, was für verschwommene Bilder sorgte.
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3%ige Gelatinelösung ist im Vergleich zu Methylcellulose deutlich besser geeignet. Sie verlangsamt die Pantoffeltierchen genügend, fast ohne Schlieren zu bilden. Nachteilig ist allerdings die schwierige Handhabung. Die Gelatine muss sehr gut mit der Kulturlösung und der Hefesuspension vermischt werden, um die Bewegung der Pantoffeltierchen gleichmässig im gesamten Präparat einzuschränken. Zusätzlich blähen sich manche Zellorganellen auf, wenn Pantoffeltierchen längere Zeit der Gelatine ausgesetzt sind. Im Hintergrundbild seht ihr eine kugelig aufgeblasene Vakuole.
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Links oben die Strukturformel von Bromphenolblau und unten die von Kongorot. Das obere Molekül ist kleiner, wodurch die Anwendung der Woodward-Fieser-Regeln einfacher ist und genauere Ergebnisse liefert. Mit dieser empirischen Regel kannst du anhand der Molekülstruktur die Wellenlänge des absorbierten Lichts abschätzen. Das, was nicht absorbiert wird, wird reflektiert. Die makroskopisch erscheinende Farbe des Stoffes leitet sich als Komplementärfarbe des absorbierten Lichts ab.

Diese Thematik ist für vertiefende Kurse (Schwerpunkt- und Ergänzungsfach bzw. Leistungskurse) für den Unterricht gut geeignet.
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deprotonierte Form:
  • Grundsystem homoannular = 253 nm
  • 10 weitere Doppelbindungen = 300 nm
  • 1 S-R-Bindung = 30 nm
  • 4 Br-Atome = 20 nm
Wellenlänge total berechnet: 603 nm (gelb).
Gemäss Messung von Deitert aus 2009:  590 bis 595 nm

Du könntest das selber nachmessen, z. B. mit dem Absorbtionsphotometer des Berzelius-Projekts der PHSG. Das Berzelius-Laborjournal (BLJ) PHOTOSPEKTROMETRIE – subjektiver Anschein versus objektive Messmethode gibt dir zusätzlich einen Überblick über den Hightech-Gerätepark mit den ausleihbaren Geräten
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protonierte Form (nur relevantes π-System*):
  • Grundsystem homoannular: 253 nm
  • 3 weitere Doppelbindungen: 90 nm
  • 1 S-R-Gruppe: 60 nm
Wellenlänge total berechnet: 403 nm (blau/UV). 
Gemäss Messung von Deitert aus 2009: 430 bis 440 nm

*Die anderen zwei aromatische π-Systeme sind zwar über das Methankohlenstoffatom miteinander verbunden, aber π-elektronisch voneinander getrennt (da sp3-hybridisiert). Die beiden Aromaten absorbieren daher Licht im UV-Bereich (bei 303 nm), was keinen Einfluss auf das sichtbare Licht hat, da durchsichtig. Hier die Berechnung für die zwei Ringe:

  • Grundsystem homoannular: 253 nm
  • 1 Doppelbindung: 30 nm
  • 2 Br-Substituenten: 20 nm
Die total berechnete Wellenlänge der beiden mit Brom substituierten Aromaten beträgt: 303 nm.

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